岛津成像质谱显微镜应用专题丨米曲可视化

 试剂

使用羧甲基纤维素（CMC）（FUJIFILM Wako）为包埋剂，配制浓度为4%的CMC水溶液，并将溶液放入70℃的恒温箱过夜来确保完全溶解。本实验中使用的基质是α-氰基-4-羟基肉桂酸（CHCA）和N-(1-萘基)聚乙烯二胺二盐酸盐（NEDC）（Merck），溶剂为乙腈、异丙醇和甲醇（FUJIFILM Wako）、超纯水。

切片制备

使用清酒酿造用的抛光率为70%的山田锦大米（白鹤酒造株式会社）制成的蒸米和米曲。生米可视化研究中使用市售大米。如前所述，这些样品材料极其脆弱。因此，采用冷冻切片机制备切片并使用粘性冷冻膜（cryo-lab）回收获得的切片。将米粒包埋在上文所述的4%羧甲基纤维素溶液中，在-80℃冷冻。切片厚度为20 μm，获得的薄膜利用导电双面胶带（3M公司）固定在ITO涂层玻璃载玻片上（无MAS涂层，表面电阻：100 Ω/m²）（松浪玻璃工业株式会社）（图2）。

基质涂敷

在检测米粒切片和米曲切片中的磷脂时，使用岛津iMLayer基质升华系统将CHCA沉积在样品表面（图3），接着喷涂CHCA溶液⁽³⁾。基质升华的膜厚度为0.5 μm。利用由乙腈、异丙醇、超纯水（3: 1: 6）构成的含0.1 %甲酸的混合溶剂溶解CHCA，调节其浓度为10 mg/mL。已知可以有效电离葡萄糖的基质NEDC，利用iMLayer进行升华，升华时设置温度为220℃、时间为10分钟。NEDC基质升华后，利用5%甲醇溶液进一步进行重结晶。

质谱成像

MSI检测使用岛津iMScope成像质谱显微镜进行。激光照射次数为100次/点。正离子模式检测磷脂，空间分辨率为25 μm，负离子模式检测葡萄糖，空间分辨率为50 μm。检测范围：正离子模式m/z　400-800，负离子模式m/z 180-230。在所有检测中，激光强度均设置为45，检测器电压为2.1 kV。

构建MS图像

数据分析和MS图像构建采用岛津MSI分析软件Imaging MS Solution和IMAGEREVEAL MS进行。IMAGEREVEAL MS是通过统计学功能实现非靶向分析的软件。它拥有卓越的校正函数（图像过滤、像素插值），并含有“相似图片提取”功能。本文后半部分所示的葡萄糖可视化数据是利用IMAGEREVEAL MS软件进行分析。

生米、蒸米和米曲中磷脂的分布

图4显示了生米、蒸米和米曲切片中胆碱的分布。胆碱是一种在米曲制作过程中分布和数量会发生巨大变化的典型成分。生米的结果在碾米之前测得，且结果表明胆碱累积在大米胚芽中。在碾碎后的蒸米中，来自胆碱的峰急剧下降，但在米曲的内部则观察到极强的峰。这表明胆碱在米曲发酵过程（即米曲制作过程）形成。因此，使用MSI 可以观察到米曲制作过程中胆碱数量和空间分布发生急剧变化的现象。

在米曲的内部还观察到各种磷脂（包括溶血磷脂）的累积（图5）。尤其是溶血磷脂酰胆碱LPC（16:0），m/z 496.34和LPC（18:2），m/z 520.34显示这一趋势⁽⁴⁾。而磷脂m/z 748.35和786.30的MS图像显示出其在米曲中的不均匀分布。这种异质性被认为由曲霉（米曲霉，Aspergillus oryzae）侵入蒸米中生长出雾状菌丝导致，这个过程就被称为“hazekomi”。下一部分我们将介绍一种将hazekomi过程可视化的方法开发以及将这种方法与MSI结合使用的结果。

hazekomi可视化及其与MSI的配合使用^⑸,⑹

haze指的是米曲霉菌丝在蒸米表面扩散时呈现的白点，在首席酿酒师进行米曲目检时被作为一个结果指标。在早期的hazekomi可视化研究中，Yoshii等人发表了一篇基于扫描电子显微镜（SEM）观察的报告，他们通过将米曲霉传播过程直接可视化的方式成功观察到了米曲中米曲霉的生长，该结果有助于改善制曲过程^（7）。

利用SEM将hazekomi过程可视化时，观察微观区域的能力是一个重要特征。不过，我们认为将整个米曲hazekomi过程可视化的方法以及可获取成分分布信息的技术也是有用的。为了解决这一问题，我们引入了采用β-葡萄糖醛酸酶（GUS）作为标志基因的GUS报告系统用于hazekomi可视化。具体来说，通过构建米曲霉GUS表达株以及生产使用该菌株的米曲（以下称为GUS米曲）来实现对制曲过程中米曲霉生长的清晰观察。GUS米曲的使用实现了通过颜色反应来可视化米曲霉位置，而当这种技术和MSI配合使用时，可获取关于成分分布的信息。这两种技术的结合同时实现了整个米曲的hazekomi可视化以及成分分布的可视化研究。

在此我们将对这种旨在把GUS报告基因系统应用于米曲的创新研究进行阐述。GUS报告基因系统最初是为了将植物组织中菌丝体的可视化而开发的。在植物组织中，常见做法是将样品浸泡在5-溴-4-氯-3-吲哚-β-D-葡萄糖苷（X-Gluc）溶液中，这是一种用于着色的显色底物。拥有极硬细胞壁的植物组织即便是长期浸泡在X-Gluc溶液中，也能够毫无问题地维持样品观察所需的形态。

不过，如前所述，米曲非常脆弱，且其性状和植物组织完全不同。这意味着采用现有的着色方案将极为困难。事实上，我们证实了在米曲浸泡在X-Gluc溶液中固定着色所需时间内，样品的形态由于吸水而发生了很大的改变。为了避免这一问题，必须改变添加X-Gluc的方式。因此，我们构思了一种通过将X-Gluc溶液喷洒在GUS米曲切片上的方法来可视化分析hazekomi过程。

图6显示了采用这种方法得到的结果。这里制曲使用的是抛光率为70%的抛光白鹤锦稻米（白鹤酒造株式会社的酒米），并在制曲开始24h、31h以及43h后取样。随着制曲的进行，可以观察到靛蓝色从曲的表面渗透到内部。尤其是在43小时之后、制曲完成时，不仅在曲的表面，在内部也能检测到浓烈的靛蓝色，表明米曲霉已经到达了稻米内部。

曲的一个主要作用是在酿造（发酵）阶段提供各种酶，以便形成酵母菌所需的营养。观察到的主要酶为α-淀粉酶或葡萄糖淀粉酶，这两者会形成作为酵母生长所需的葡萄糖。此外，也有报道表示α-淀粉酶可能是影响曲霉菌丝体侵入性生长的非常重要的酶。

图6 GUS米曲中hazekomi过程的可视化分析（比例尺：1 mm（插入图片：200 μm））

尽管既往研究中报道了制曲后葡萄糖的增加，但hazekomi和葡萄糖分布之间的关系尚未明确。在制曲过程每个阶段的米曲质谱图中，确实观察到了葡萄糖峰强度的升高（图7）。已有报道表明NEDC可以增加癌组织中葡萄糖检测的灵敏度^（8）。因此，当使用NEDC作为葡萄糖MSI的基质时，[M+Cl]-= m/z 215.02在负离子模式下被检测到。

为了研究GUS米曲的hazekomi过程和葡萄糖分布之间的关系，使用GUS染色切片相邻的切片进行了MSI，比较获得的葡萄糖离子强度和GUS染色图像的分布，图8显示其结果。

观察葡萄糖分布及与GUS染色图像的叠加可以了解到从制曲初始阶段到后期阶段，葡萄糖从外到内增加。这一结果表明hazekomi和葡萄糖分布之间存在相关性。

另外，有些区域由于X-Gluc为深色且葡萄糖强度很高而成像为蓝色（黑色箭头显示），同时在本实验中也能看到有些部分虽然也观察到了hazekomi，但葡萄糖强度低，例如以黑色圆圈表示的区域。这些结果表明位置不同，hazekomi产生的葡萄糖量存在差异性。今后，可以通过包含各种代谢物（例如氨基酸、糖类、糖醇）分析的探讨来实现从化学角度更好地了解hazekomi现象。

虽然目前的考察着重于葡萄糖并解释了伴随hazekomi过程葡萄糖分布的变化，但可以想象，形成的酶的扩散范围和活性也会受到诸如米粒特征等其他因素的影响。这种新的可视化技术（GUS米曲和MSI的融合）预期可以改进米曲和其他曲衍生产品的制曲流程。

*1 大阪大学工程研究生院生物技术系

*2 大阪大学岛津组学创新研究室

*3 白鹤酒造株式会社

*4 日本东北大学农学研究生院未来生物产业的生物科学与生物技术系